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LEZIONE 8 Ingegneria cellulare: Metodi di manipolazione del genoma cellulare Valeria Benedusi

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CORSO DI LAUREA SPECIALISTICA IN BIOTECNOLOGIE DEL FARMACO AA 2011-12 Titolare del corso: Adriana Maggi. LEZIONE 8 Ingegneria cellulare: Metodi di manipolazione del genoma cellulare Valeria Benedusi. Ingegneria Cellulare.

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CORSO DI LAUREA SPECIALISTICA IN BIOTECNOLOGIE DEL FARMACO AA 2011-12

Titolare del corso: Adriana Maggi

LEZIONE 8

Ingegneria cellulare:

Metodi di manipolazione del genoma cellulare

Valeria Benedusi

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Ingegneria Cellulare

Modificazione del genoma di cellule in coltura mediante mutazioni del genoma stesso o

integrazione di DNA esogeno

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Finalità dell’ingegneria cellulare applicate alla farmacologia

  • Identificazione di bersagli di farmaci
  • Screening di farmaci
  • Produzione di proteine terapeutiche
  • Terapia cellulare
transfezione ii
TRANSFEZIONEII
  • Metodo ideale:
    • alta efficienza di trasferimento del materiale genetico
    • bassa tossicità per le cellule
    • riproducibilità in diversi esperimenti
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Applicazioni

    • Studio di struttura e funzione di geni
    • Studio dei meccanismi di regolazione dell'espressione genica
    • Produzione di proteine su larga scala
    • Produzione di modelli animali per ricerca
    • Terapia genica
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La scelta del sistema cellulare 1.

  • coltura primaria
  • cellula immortalizzata
  • linea tumorale
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Scelta del sistema cellulare 2.

1. Facilità di coltura e stabilità

2. Efficienza di transfezione

3. Modificazioni post-traduzionali

4. Espressione di fattori di regolazione dell’espressione genica

5. Facilità di analisi immunologica o di purificazione della proteina (espressione di proteine omologhe)

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La scelta del vettore

Determinata dal tipo di sistema che si vuole generare:

1. iperespressione proteica

2. espressione regolata per lo studio della funzione del gene, per produzione limitata nel tempo

3. studio della regolazione della espressione di un gene

vettore ideale
VETTORE IDEALE
  • Tropismo di espressione: per garantire la localizzazione del transgene sia a livello trasduzionale (il vettore raggiunge cellule specifiche) che a livello trascrizionale (il gene viene espresso solo in alcune cellule).
  • Durata di espressione: per far sì che la terapia duri nel tempo.
  • Livello di espressione: possibilmente regolabile.
  • Efficacia clinica: test funzionali su modelli animali.
  • Scarsa tossicità.
vettori per terapia genica

Vettori virali:

Vettori non virali:

VETTORI PER TERAPIA GENICA
  • Adenovirus
  • Retrovirus
  • Virus adeno-associati
  • Lentivirus (derivati da HIV)
  • Herpesvirus
  • Plasmidi nudi
  • Elettroporazione in vivo
  • Liposomi
  • Ammine, proteine cariche positivamente
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Vettori per ingegneria cellulare

  • sequenze per la replicazione in procariote
  • Cassetta di espressione
      • Polylinker
      • Promotore (virale, tess. specifico,inducibile , ecc.)
      • Modificazioni posttrascrizionali (Siti di: terminazione della trascrizione; poliadenilazione; segnali di splicing)
      • Marcatori di selezione
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Promotore virale

E.Coli ori

Amp resistenza

Introne chimerico

Promotore T7 pol

Polylinker

Promotore T3 pol

Poliadenilazione

Origine di replicazione del fago f1

Poliadenilazione

Promotore virale

Neo resistenza

Vettori di espressione: il vettore pCI-neo

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T-antigen e cellule COS.

L’uso di cellule COS consente di ottenere alti livelli di espressione di proteine esogene senza l’utilizzo di promotori virali forti. Il gene è clonato in un plasmide che include l’origine di replicazione virale di SV40. Le cellule Cos contengono, nel loro genoma, il gene codificante per il T-antigen, una proteina che riconosce l’origine di replicazione di SV40 e stimola una massiccia replicazione del plasmide.

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Promotori inducibili: il sistema Tet-on/Tet-off

Utilizzando il sistema di regolazione trascrizionale dell’operone responsabile della tetraciclina-resistenza di E. coli è possibile regolare l’espressione di un transgene.

Il sistema è composto da un transattivatore chimerico che lega il tet-responsive-element TRE espresso in modo costitutivo (promotore virale o tessuto-specifico)

Il gene la cui trascrizione deve venire regolata è sotto il controllo di un promotore contenente TRE

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pCMV

tetR

VP16

rtetR

pCMV

VP16

Transcription

TRE

Gene of interest

Pmin CV

Il sistema Tet-on/Tet-off

E’ necessario cotransfettare un plasmide contenente il fattore di regolazione ed un plasmide contenente il transgene sotto il controllo trascrizionale di un promotore responsivo alla tetraciclina.

Plasmidi codificanti per l’elemento di regolazione

Tet-OFF

Tet-ON

Plasmide contenente il transgene

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Il sistema Tet-off

basato sulla produzione della proteina transattivante tTA

(tetracycline-controlled transactivator protein)

è represso in presenza di tetraciclina o dell’analogo doxiciclina

In presenza di tetraciclina tTA si stacca da TRE e il gene non è più trascritto

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Il sistema Tet-On

basato sulla produzione della proteina transattivante rtTA

(reverse tetracycline-controlled transactivator protein)

è indotto in presenza di tetraciclina o dell’analogo doxiciclina

In presenza di tetraciclina rtTA si lega a TRE e il gene viene più trascritto

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Scelta della tecnica di transfezione

Metodi biochimici

Coprecipitazione con calcio fosfato

Adsorbimento mediante DEAE-destrano

Lipofezione

Metodi fisici

Elettroporazione

Microiniezione

Infezione con vettori virali

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Coprecipitazione con calcio fosfato

La coprecipitazione di aggregati calcio fosfato-DNA sulla superficie cellulare favorisce l’internalizzazione dell’acido nucleico

Vantaggi: Molto semplice

Buona efficienza (5-40%)

Piuttosto riproducibile

Economico

Svantaggi:Tossicità cellulare

Tecnicamente delicato, sono determinanti:

Taglia e dimensioni del precipitato

Variazioni anche minime del pH

Non funziona con alcuni tipi cellulari

deae destrano
DEAE-destrano

Primo metodo utilizzato per l’introduzione massiva di DNA

in un cellula eucariotica

Destrano: polisaccaride costituito da unità di D-glucosio che

associato a gruppi carichi positivamente DEAE (dietilamminoetile)

è in grado di legare i gruppi fosfato carichi negativamente del DNA e di mediarne l’ingresso attraverso le membrane (endocitosi). Le cellule vengono preparate mediante shock osmotico con glicerolo o DMSO

Vantaggi:molto semplice

Svantaggi:poco efficiente

(elevata degradazione DNA,

scarsa penetrazione nel nucleo)

solo trasfezioni transienti

utilizzato in cellule

ad elevata attività endocitotica

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DNA

DNA

Lipofezione

Trasferimento di DNA mediato da liposomi

In particolari condizioni è possibile ottenere liposomi contenenti DNA

La struttura del doppio strato fosfolipidico facilita la fusione con la membrana cellulare ed il rilascio del DNA nel citosol

Buona efficienza

Scarsa citotossicità

Riproducibilità

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Lipofezione

  • Metodica vantaggiosa :
  • il DNA viene rilasciato efficientemente in diversi tipi cellulari
  • i liposomi sono semplici da utilizzare in quanto non richiedono apparati o accorgimenti particolari
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Lipofezione con reagenti lipidici neutri

I liposomi sono delle sfere di membrane sintetiche che possono essere riempite con DNA. Esse fondono spontaneamente con le membrane cellulari rilasciando il loro contenuto nel citoplasma. Sono disponibile commercialmente dei kit per la semplice preparazione dei liposomi.

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Lipofezione con reagenti lipidici cationici

(LipofectamineTM, OligofectamineTM, CellfectinTM)

Reagenti lipidici cationici in soluzione acquosa formano piccoli (100-400 nm) liposomi unilamellari. La superficie carica positivamente attrae il DNA (-). Il DNA non è propriamente “incapsulato” nel liposoma ma piuttosto legato alle sue superfici. Ogni plasmide si lega a 2-4 liposomi.

L’internalizzazione del costrutto è via endosomi e lisosomi.

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Lipofezione con reagenti dendrimerici attivati

Particolari reagenti commerciali, definiti dendrimerici, possiedono un’architettura sferica, che si ramifica radialmente da un core centrale e termina con gruppi amminici ionizzati.

Tali reagenti complessano il DNA in strutture compatte ottimizzando l’internalizzazione del DNA nella cellula.

Il complesso DNA-dendrimero possiede una carica netta di segno positivo, che favorisce il legame a recettori con carica negativa (ex. Glicoproteine sialilate). Una volta all’interno della cellula, il reagente tampona il pH del lisosoma riducendo la degradazione del vettore.

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Transfezione con PEI

Macromolecola organica con elevata capacità di cariche positive:

ogni tre atomi c’è un gruppo amminico che può essere protonato

Il complesso PEI-DNA all’interno dell’endosoma si lega ai protoni stimolando l’ingresso degli ioni cloro, questo porta alla rottura dell’endosoma con conseguente rilascio del complesso nel citoplasma

Vantaggi: Favorisce il passaggio

nucleo-citoplasma

Economico

Svantaggi:Tossicità cellulare

Efficienza non sempre elevata

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Elettroporazione

Le cellule vengono concentrate, miscelate con il DNA da transfettare e collocate in una cella collegata a degli elettrodi. Un breve impulso elettrico apre in maniera reversibile dei “buchi” nelle membrane cellulari. Il DNA entra nelle cellule che vengono piastrate in terreno fresco.

Vantaggi: Minore esposizione a endonucleasi

Svantaggi:Alta % di cellule che non sopravvi-

-vono al trattamento

Adatta a cellule con membrane

particolarmente resistenti

Adatta a cellule in sospensione

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Microiniezione

Elevata efficienza (iniezione diretta nel nucleo)

Impossibile applicazione su larga scala

Grande manualità dell’operatore

Applicazioni particolari (topi transgenici, espressione di mRNA in cellule di Xenopus laevis)

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Promotore

Introne

CDS

Poly-A

1

2 3 4 5

ATG

*

Esempio: generazione di topi transgenici mediante microiniezione di DNA nei pronuclei maschili

Iniezione di costrutti di espressione lineari, che si integrano sotto forma di concatameri a partire dai primissimi stadi di sviluppo.

  • Dopo la microiniezione gli embrioni vengono reimpiantati in femmine pseudogravide
  • Gli animali nati da questi esperimenti devono essere analizzati per mezzo di Southern blotting o PCR per valutare se il transgene si è integrato e in quante copie.
  • Gli animali transgenici (founders e/o loro discendenza) vengono successivamente analizzati per valutare se il transgene si esprime in tutte le cellule, ed eventualmente gli effetti fenotipici della sua espressione