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Master-Seminar Benjamin Hanf 13.06.2012

Phosphatidylserin -Exposition an der Membran roter Blutzellen als Apoptose -Marker und Aggregationsparameter. Master-Seminar Benjamin Hanf 13.06.2012. Grundlagen: PS. PS: Phosphatidylserin. Vorlesung I. Bernhardt Biophysik Lipid-Übersicht.

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Master-Seminar Benjamin Hanf 13.06.2012

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Presentation Transcript

  1. Phosphatidylserin-Exposition an der Membran roter Blutzellen als Apoptose-Marker und Aggregationsparameter Master-Seminar Benjamin Hanf 13.06.2012

  2. Grundlagen: PS PS: Phosphatidylserin Vorlesung I. Bernhardt Biophysik Lipid-Übersicht

  3. Grundlagen: Aufrechterhaltung der Asymmetrischen Lipid-Verteilung im Bilayer 10x 1x Modell Bilayer (Modifiziert nach Zwaal et al., 2005)

  4. Aussortieren alter Blutzellen in der Milz (Hämoglobin) Retikulozyt (RNA / DNA Reste) Phagozytose Max. 120 Tage 4 Lebenszyklus RBCs (Modifiziert nach Silbernagel und Despoupolos et al., 2004)

  5. PS: Bedeutung bei Thrombusbildung Thrombusbildung altes Modell (modifiziert nach http://www.highimpact.com/animations/medical-animations/MED01296/ )

  6. Thrombusbildung neues Modell Thrombusbildung (Modifiziert nach B. Nguyen 2010)

  7. Entwicklung des Modells der PS-Exposition Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ A23187 PGE2, LPA Ca2+ Ca2+ PKC aktiviert Scramblase PS  PS PMA induziert H2O, K+, Cl- Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  8. PS-Exposition mit LPA, A23187 und PMA PS-Exposition von RBCs mit LPA, A23187 und PMA (Bach Nguyen 2010)

  9. Entwicklung des Modells der PS-Exposition Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ A23187 PGE2, LPA Ca2+ Ca2+ PKC aktiviert Scramblase PS  PS PMA induziert H2O, K+, Cl- Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  10. Entwicklung des Modells der PS-Exposition Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ A23187 Ca2+ PKC aktiviert Scramblase PS  PS PMA induziert H2O, K+, Cl- Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  11. Modell PMA: Einfluss von Ca2+ auf die PS-Exposition PS-Exposition von RBCs mit PMA +/- Ca2+ (Bach Nguyen 2010)

  12. Entwicklung des Modells der PS-Exposition Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ A23187 PGE2, LPA Ca2+ Ca2+ PKC aktiviert Scramblase PS  PS PMA induziert H2O, K+, Cl- Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  13. Einfluss von PKC auf die PS-Exposition Inhibierung der PKC und Einfluss auf die PS-Exposition von RBCs (Bach Nguyen 2010)

  14. Entwicklung des Modells der PS-Exposition Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ A23187 LPA Ca2+ PKC Scramblase PS  PS induziert H2O, K+, Cl- Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  15. Einfluss von Gardos-Kanal auf die PS-Exposition Links: ImmitierterGardos-Kanal mittels Valinomycin (Ionophor, K+-Transport) Rechts: Blockierung des Gardos-Kanals (Bach Nguyen 2010)

  16. Entwicklung des Modells der PS-Exposition A23187 A23187 Ca2+ Ca2+ PKC Scramblase PS  PS induziert H2O, K+, Cl- Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  17. Einfluss von Gardos-Kanal auf die PS-Exposition Stimulierung der RBC mit A23187 und Inhibierung des Gardos-Kanals mit Charybdoxin (Bach Nguyen 2010)

  18. Entwicklung des Modells der PS-Exposition Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ A23187 PGE2, LPA Ca2+ Ca2+ PKC aktiviert Scramblase PS  PS PMA induziert H2O, K+, Cl- Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  19. Entwicklung des Modells der PS-Exposition Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ A23187 PGE2, LPA Ca2+ mOsm Ca2+ PKC aktiviert Scramblase PS  PS PMA induziert H2O, K+, Cl- Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  20. Einfluss von osmotischen Druck auf die PS-Exposition Schwarz: Ohne Ca2+ Weiß: Mit Ca2+ Einfluss von osmotischen Druck auf die PS-Exposition (Bach Nguyen 2010)

  21. Einfluss von osmotischen Druck auf die PS-Exposition Schwarz: Ohne Ca2+ Weiß: Mit Ca2+ Einfluss von osmotischen Druck auf die PS-Exposition (Bach Nguyen 2010)

  22. Einfluss von Vorhandensein von ATP auf die PS-Exposition Einfluss von ATP auf die PS-Exposition (Bach Nguyen 2010)

  23. Entwicklung des Modells der PS-Exposition Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ A23187 PGE2, LPA Ca2+ mOsm Ca2+ PKC aktiviert Scramblase PS  PS PMA induziert Flippase H2O, K+, Cl- X*ATP PS  PS Ca2+ Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  24. Entwicklung des Modells der PS-Exposition Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ A23187 PGE2, LPA Ca2+ mOsm Ca2+ PKC aktiviert Scramblase PS  PS PMA induziert Caspasen Flippase H2O, K+, Cl- Oxidativer Stress X*ATP PS  PS Ca2+ Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  25. Einfluss von Caspasen und oxidativem Stress auf die PS-Exposition Aktivierung der Caspasen durch ZnCl2, Oxidativer Stress durch tert-Butyl-Perhydroxid (Bach Nguyen 2010)

  26. Entwicklung des Modells der PS-Exposition Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ A23187 PGE2, LPA Ca2+ mOsm Ca2+ PKC aktiviert Scramblase PS  PS PMA induziert Caspasen Flippase H2O, K+, Cl- Oxidativer Stress X*ATP PS  PS Ca2+ Gardos-Kanal H2O, K+, Cl- Signalkaskade von RBCs (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  27. Relevanz von intrazellulärem Ca2+ auf die PS-Exposition Weiß: Fluo-4 (Ca2+) + Annexin V (PS) Gelb: Nur Fluo-4 (Bach Nguyen 2010) Beispiel einer Zelladhäsion bei RBCs induziert durch LPA (Steffen 2011)

  28. Adhärentes Verhalten von RBCs mit A23187, LPA und PMA PS---Ca2+---PS Rezeptor CD36 Adhäsion von RBCs durch Phosphatidylserin (Bach Nguyen 2010, YamajaSetti et al., 2002)

  29. Adhäsion von RBCs mit Ca2+ und Rezeptor CD36 Ca2+ CD36 FACS-Messung von Adhäsion von RBCs mit Ca2+ und Rezeptor CD36, mitte: Negativkontrolle (YamajaSetti et al., 2002)

  30. Modell zur Adhäsion von RBCs mit Ca2+ und Rezeptor CD36 Adhäsion von RBCs mit Ca2+ und Rezeptor CD36, blaue Punkte: PS, rosa Y: CD36 (Bach Nguyen 2010)

  31. Bsp. An Krankheiten: Fehler in PS-Exposition • - Scott-Syndrom (Bluterkrankheit) • Antiphospholipid-Syndrom (erhöhtes Risiko zu Thrombosen) • Sichelzellanämie (erhöhte PS-Exposition  Risiko zu Thrombosen) • Nierensteine (Bindung von Ca2+ auf Nierenzellen) • - Malaria (erhöhter oxidativer Stress sowie Ca2+ -Aufnahme  Risiko zu Thrombosen)

  32. Scott-Syndrom (Bluterkrankheit) PGE2, LPA PS PS PS PS Scramblase PS  PS PS PS RBC (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  33. Antiphospholipid-Syndrom (erhöhtes Risiko für Thrombose) PS PS PS PS PS mit Phospholipid - assoziiertes Protein Antiphospholipid 33 RBC (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  34. Sichelzellanämie (erhöhtes Risiko für Thrombose) Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ Ca2+ Ca2+ Scramblase PS  PS Ca2+ Translocase PS  PS RBC (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  35. Nierensteine Oxalat-Kristall PS PS PS PS Nierenzelle (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  36. Malaria (erhöhtes Risiko für Thrombose) Kationen-Kanal (2-wertige Kationen; Ca2+) Ca2+ Scramblase PS  PS PS  PS Oxidativer Stress RBC (Modifiziert nach Kaestner et al., 2004)

  37. Zusammenfassung • Modell der PS-Exposition von RBCs • Signalmolekülen (Gardos-Kanal, Ca2+) • oxidativer Stress • osmotischer Druck • Einfluss von Caspasen • Modell zur Adhäsion von PS • PS---Ca2+---PS • Rezeptor CD36 • Krankheiten bei fehlerhafter PS-Exposition • 5 Beispiele

  38. Referenzen • Zwaal, R.F., Schroit, A.J., “Pathophysiologic implications of membrane phospholipid asymmetry in blood cells” (1997) Blood, 1997, 89: 1121-1132. • Mandal, D., Moitra, P.K., Saha, S., Basu, J., “Caspase 3 regulates phosphatidylserine externalization and phagocytosis of oxidatively stressed erythrocytes” (2002) FEBS Lett, 2002, 513: 184-188. • Kucherenko, Y.V., Weiss, E., Bernhardt, I., “Effect of the ionic strength and prostaglandin E2 on the free Ca2+ concentration and the Ca2+ influx in human red blood cells” (2004) Bioelectrochemistry, 2004, 62: 127-133. • Andrews, D.A., Low, P.S., “Role of red blood cells in thrombosis” (1999) CurrOpinHematol, 1999, 6: 76-82. • Weiss, H.J., Lages, B., “Platelet prothrombinase activity and intracellular calcium responses in patients with storage pool deficiency, glycoprotein IIb-IIIa deficiency, or impaired platelet coagulant activity a comparison with Scott syndrome” (1997) Blood, 1997, 89: 1599-1611. • Wu, Y., Tibrewal, N., Birge, R.B., “Phosphatidylserine recognition by phagocytes: a view to a kill” Trends Cell Biol, 2006, 16: 189-197. • Verhoven, B., Schlegel, R.A., Williamson, P., “Mechanisms of phosphatidylserine exposure, a phagocyte recognition signal on apoptotic T lymphocytes” (1995) J Exp Med, 1995, 182: 1597-1601. • Uchida, K., “Induction of apoptosis by phosphatidylserine” (1998) J Biochem, 1998, 123: 1073-1078. • Schlegel, R.A., Williamson, P., “Phosphatidylserine, a death knell. Cell Death Differ” (2001) 2001, 8: 551-563. • Ravichandran, K.S., Lorenz, U., “Engulfment of apoptotic cells: signals for a good meal. Nat Rev Immunol” (2007) 7: 964-974. • Kuypers, F.A., De Jong, K., “The role of phosphatidylserine in recognition and removal of erythrocytes” (2004) Cell Mol Biol, 2004, 50: 147-158. • Quan, G.B., Han, Y., Yang, C., Hu, W.B., Liu, M.X., Liu, A., Wang, Y., Wang, J.X., “Mechanism of erythrocyte phosphatidylserine exposure induced by high concentrated glucose” Zhongguo Shi Yan Xue Ye XueZaZhi, (2008) 16: 1181-1184. • Kiedaisch, V., Akel, A., Niemoeller, O.M., Wieder, T., Lang, F., „Zinc-induced suicidal erythrocyte death” (2008) Am J ClinNutr, 2008, 87: 1530-1534. • Sutton, D.J., Tchounwou, P.B., “Mercury-induced externalization of phosphatidylserine and caspase 3 activation in human liver carcinoma (HepG2) cells” (2006) Int J Environ Res Public Health, 2006, 3: 38-42. • Mandal, D., Moitra, P.K., Saha, S., Basu, J., “Caspase 3 regulates phosphatidylserine externalization and phagocytosis of oxidatively stressed erythrocytes” (2002) FEBS Lett, 2002, 513: 184-188. • Telen, M.J., “Red blood cell surface adhesion molecules: their possible roles in normal human physiology and disease” (2000) SeminHematol, 2000, 37: 130-142. • 117. Closse, C., Dachary-Prigent, J., Boisseau, M.R., “Phosphatidylserine-related adhesion of human erythrocytes to vascular endothelium” (1999) Br J Haematol, 1999, 107: 300-302.

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  40. Vielen Dank für Ihre Aufmerksamkeit! Gibt es Fragen?

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