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Métodos espectroscópicos en bioquímica - PowerPoint PPT Presentation


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Métodos espectroscópicos en bioquímica. Sensibilidad Especificidad Complementariedad Velocidad Accesibilidad Precio. Citocromo c Estructura de rayos X. Lisozima Estructura de RMN. Estructuras por RMN

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M todos espectrosc picos en bioqu mica
Métodos espectroscópicos en bioquímica

  • Sensibilidad

  • Especificidad

  • Complementariedad

  • Velocidad

  • Accesibilidad

  • Precio


Citocromo c

Estructura de rayos X


Lisozima

Estructura de RMN


Estructuras por RMN

Átomos de la cadena para los residuos 72-145 de las estructuras en disolución de apo-BsCopAb (a) y Cu(I)-BsCopA(73-151) (b) Representados como un tubo de radio variable proporcional al valor del desvío estándar de la posición de cada residuo. Se muestran también las cadenas laterales del Cys85, Cys88 y el ion Cu(I).

J. Mol. Biol. (2002) 317, 415-429


Representación esquemática de las características de las proteínas globulares que pueden seguirse durante el plegamiento. Aunque no hay una sola forma de seguir todos los detalles estructurales de un intermediario del plegamiento el uso de sondas múltiples y complementarias puede brindar una imagen detallada de la distribución de confromaciones que componen los transitorios del plegamiento

Current Opinion in Structural Biology 1996, 6:630-636.


Despliegue de guanilato kinasa inducido por cloruro de guanidinio medido por fluorescencia con excitación a 282 nm

J. BIOL. CHEM. (1997) 272; 19343–19350


290 nm guanidinio medido por fluorescencia con excitaci


Espectros de RMN guanidinio medido por fluorescencia con excitaci19F del despliegue de DHFR marcada con 6-19F-triptofano al pasar de 0 a 5 M urea con mezcla rápida a 22 ºC.

Intensidad de picos de resonancia asignados a W30 y W47 en la proteína desplegada. Hay una primera fase demasiado rápida para registrar con este método.


Espectros FTIR en la región de 1700 a 1540 cm guanidinio medido por fluorescencia con excitaci-1. A, Proteína hp8 (no fosforilada, línea continual), y PKAhp8 (fosforilada (línea punteada). B, porcentajes calculados de estructura secundaria en las muestras no fosforiladas (barras blancas) y fosforiladas (barras negras)

J. BIOL. CHEM. (2001) 276; 2742–2751


Intercambio de protones de amida para hp8 luego de 5 minutos de incubación con D2O a 25 ºC.

J. BIOL. CHEM. (2001) 276; 2742–2751


Espectro Raman de elastina bovina (en sólido) en la región de 500 a 1750 cm-1 y asignaciones propuestas.

Descomposición de las bandas amida I de elastinas bovinas a, BE; b, BE-K. Perfiles experimentales (línea continua) y calculados (línea punteada). Asignaciones HW, agua de hidratación; a, hélice a; b, hebra b; U, conformaciones no identificadas (giros + ovillo).

J. BIOL. CHEM. (1995) 270; 26099–26103


Análisis y ajuste de los espectros de FTIR (región de amida I) registrados en 1H20 de los péptidos g-T-5K (A) y b-T-8K (B). En cada caso la línea continua representa los datos experimentales. El espectro ajustado (línea punteada) está superpuesto. Se presentan también las bandas de los componentes.

J. BIOL. CHEM. (1998) 273; 771–777


a amida I) registrados en -T-4K

g-T-5K

J. BIOL. CHEM. (1998) 273; 771–777


Espectros de FTIR en el tiempo y análisis cinético. ( amida I) registrados en a) Espectros de absorción a tiempos de 1.1, 3.4, 5.7, 10.2, 21.6 y 103 ms. Espectro antes de mezclar (negro) con trifluoroetanol y espectro final (verde). (b) Segunda derivada de los espectros de a (líneas continuas y los resultados de un ajuste exponencial de tres estados (punteado). (c) Los tres espectros básicos resultantes del ajuste. (d) Curso temporal de los tres estados deducidos del ajuste.

PNAS (2001) 98; 6646–6649


Plegamiento por NMR amida I) registrados en

Superficie de energía libre (F) para el plegamiento de la lisozima. La trayectoria amarilla es una “vía rápida” en que se pueblan los dominios a y b en forma conjunta. La trayectoria roja es una “vía lenta” en que la cadena queda presa en un intermediario de vida larga con estructura formada sólo en el dominio a. Los residuos cuyos hidrógenos de amida están protegidos de intercambio con el disolvente aparecen en rojo o amarillo. Las regiones de estructura nativa se siguen por el desarrollo de protección respecto al intercambio de hidrógeno.

TIBS25 (2000); 331-339


Autoquenching amida I) registrados en

Cinética de plegamiento de citocromo c en presencia y ausencia de imidazol por dilución de desnaturalizante químico. Se mide la emisión total de fluorescencia a l > 320 nm


FRET amida I) registrados en

TIBS (2000) 25; 631-637


Espectro visible de citocromo amida I) registrados en aa3 de P. denitrificans oxidado (a) y reducido con ditionito(b). La línea c es el espectro diferencial de la forma reducida unida a CO menos la forma reducida

J. BIOL. CHEM. (2002) 277; 13563–13568


Espectros de resonancia raman de citocromo amida I) registrados en aa3 de P. Denitrificans reducido (a) mutante Y280H (b). Los espectros c y d corresponden al complejo con 12CO y 13CO respectivamente. El espectro diferencial 12CO ­ 13CO aparecen en e.

J. BIOL. CHEM. (2002) 277; 13563–13568


  • Cobalamina(II) en soluci amida I) registrados en ón ;

  • Complejo enzima + Cobalamina(II)

  • Complejo enzima + Cobalamina (II) + 5´-desoxiadenosina

Biochem. J. (2001) 355, 131-137


Tiempos de correlación amida I) registrados en

Espectro de EPR del aducto MNP/Hb a partir de la reacción de Hb con peroxinitrito y comparación con los aductos MNP/péptido

(A) Hb + ONOO- + MNP

(C) Igual que A + 0.5 mg/mL de pronasa.

(E) Péptido GGYR (10 mM) + ONOO- + MNP.

Biochemistry (1999) 38;2078-2087


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