实验一 植物的光合速率测定 ---改良半叶法

1. 实验一 植物的光合速率测定 ---改良半叶法

2. [原理] • 植物叶片的主脉两侧对称部分叶面积基本相等，其形态和生理功能也基本一致。 • 用物理或化学方法处理叶柄或茎的韧皮部，保留木质部，以阻断叶片光合产物的外运，同时保证正常水分供应。

3. 将对称叶片的一侧取下置于暗中，另一侧留在植株上保持光照，继续光合作用。一定时间后，测定光下和暗中叶片的干重差，即为光合作用的积累的干物质量。将对称叶片的一侧取下置于暗中，另一侧留在植株上保持光照，继续光合作用。一定时间后，测定光下和暗中叶片的干重差，即为光合作用的积累的干物质量。 • 通过公式计算出光合速率。

4. [材料、仪器、药品] • 1．材料：薄荷叶片。 • 2．仪器及用品：(1) 剪刀；(2) 2块湿纱布；（3）2培养皿；(4) 15个小纸牌，去户外之前用铅笔编号（1~15）；(5) 镊子；(6) 打孔器；（7）铅笔；（8）记号笔；(9) 6个称量瓶；(10) 烘箱；(11) 分析天平；（12）干燥器。 • 3．药品：5％三氯乙酸。

5. [方法] • 1．取样 • 2．处理叶柄 • 3．剪取样品 • 4．称干重 • 5．结果计算

6. 1．取样 • 选择较绿植物叶片15片，注意叶龄、叶色、着生节位、叶脉两侧和受光条件的一致性。分别用纸牌编号（例如1、2、3~15）。

7. 2．处理叶柄 • （3）抑制法：用棉花球蘸取5％三氯乙酸或0.3mol/L的丙二酸涂抹叶柄一周。本实验统一使用三氯乙酸。注意勿使抑制液流到植株上。

8. 3．剪取样品 • 叶柄处理完毕后即可剪取样品，并开始记录时间，进行光合作用的测定。 • 按编号次序剪下叶片对称的一半，并按顺序夹在湿润的纱布中，放入培养皿中，用黑色不透光的塑料袋包好带回室内存于暗处。4h后，再按原来的顺序依次剪下叶片的另一半，按顺序夹在湿润的纱布中带回。

9. 4．称干重 • 取6个称量瓶分别标上绿叶光照1、2、3，绿叶黑暗1、2、3，将各同号叶片照光与暗中的两半叶叠在一起，用打孔器打取叶圆片，分别放入相应编号的称量瓶中（光下和暗中的叶圆片分开）。 • 每5个叶片打下的叶圆片放入一个称量瓶中，做为一个重复。

10. 记录每个称量瓶中的小圆片数量。(打孔器直径0.9cm) ，尽可能多的打取叶圆片。 • 将称量瓶中叠在一起的叶圆片分散，开盖置于105℃烘箱中烘10min以快速杀死细胞，然后将温度降到70~80℃，烘干至恒重(2~4h左右)。 • 取出加盖于干燥器中冷却至室温，用分析天平称重。

11. 5．结果计算 光合速率(mgDW·m-2h-1)= (W2-W1)/(A×t) • W2：照光半叶的叶圆片干重(mg)； • W1：暗中半叶的叶圆片干重(mg)； • A：叶圆片面积(m2)； • t：照光时间(h)。

12. [实验记录] 1．实验材料： • 植物名称： • 试验处理： • 植物的生长状况： • 取样部位及数量： 2．实验时间： 年 月 日 3．实验数据记录：

13. [思考题] 1、在改良半叶法中为什么要杀死韧皮部？ 2、为什么选择叶龄、叶色、着生部位和受光一致，以及主脉两侧对称的叶片？ 3、在取样称重时，为什么同号叶片的两个半叶叠在一起用打孔器打取叶圆片？ 4、在烘干过程中，为什么需要用105℃的高温10min杀死细胞？如若不然，将对实验数据产生什么样的影响？

14. 植物组织花色素含量的测定

15. [原理] • 花青素苷是一种水溶性色素，主要存在于植物茎、叶、花及果实的细胞液或细胞质中。 • 在不充分破坏细胞结构的情况下，破坏其细胞膜的半透性，细胞内花青素就可完全提取出来，然后同盐酸结合成一种较稳定的无糖花青素氯化物，其红色程度与浓度呈正相关。

16. [材料、仪器、药品] • 1．材料：红色葡萄和青色葡萄； • 2．仪器：(1) 721型分光光度计；(2) 打孔器；(3) 剪子；(4) 10ml刻度试管；(5) 刀片。 • 3．药品：（1）1%盐酸；（2）5%乙醇溶液。

17. [方法] • 1.样品的提取与测定 • 2．花青素含量结果计算

18. 1.样品的提取与测定 • 用直径为0.9cm打孔器（准确测量计算面积），在葡萄各个不同部位打4圆片，深度以破皮为适，用刀片取下果肉，否则会延长花青素提取时间。 • 剪成细条放入10ml刻度试管中。以每平方厘米果皮面积加4ml提取液之比，加入8ml提取液。 • 于室温下振荡数次，浸渍半小时后过滤，取过滤液分别测定OD530及OD650光密度值。

19. 2．花青素含量结果计算 • 花青素的含量通常是以单位面积所含花青素毫微克分子数来表示，按下式计算。 • 花青素含量（nmol·cm-2）= （ODλ×V×106）/（ελ×S） • ελ:花青素克分子530nm波长消光系数为4.62×106； • ODλ:ODλ= OD530- 0.1OD650 • V：提取液总体积（8ml）； • S：苹果果皮总面积（cm2）； • 106：ελ为毫克分子消光系数，转化为毫微克分子故乘106。

20. [实验结果记录] • 1．实验材料： • 植物名称： • 取样部位和数量

21. [思考题] • 1.为什么常根据葡萄的颜色来判断葡萄的质量好坏？ • 2.试想一下，在植物生长过程中影响花青素形成的因素有哪些？

22. 植物组织抗逆性鉴定--外渗电导法

23. [原理] • 质膜的选择透性因逆境伤害而明显改变或丧失时，细胞内的物质(尤其是电解质)大量外渗，从而引起组织浸泡液的电导率发生变化，通过测定外渗液电导率的变化，就可反映出质膜的伤害程度和所测材料抗逆性的大小.

24. [材料、仪器、药品] • 1．材料：油菜或其它植物叶片 • 2．仪器：(1) 20ml具塞试管；(2) l0ml移液管；(3) 洗瓶；(4) 温度计；(5) 玻棒、镊子；(6) 打孔器；(7) 剪刀；(8) 带盖白瓷盘；(9) 滤纸、纱布、铅笔；(10) 电导率仪；(11)温箱 (12) 水浴锅；(13) 烧杯 • 3．药品：(1) 洗液；(2)蒸馏水

25. [方法] • 1．清洗用具： • 2．材料准备：本实验选取颜色、大小、厚度相对一致的绿色较小叶片30枚，先用自来水冲洗除去表面的污物，再用蒸馏水清洗叶片，然后用洁净滤纸将叶表面的水分轻轻吸干。

26. 3．材料的环境胁迫处理： • 取15枚绿叶分为3 组，即3 次重复，放入洗净且垫有湿纱布的瓷盘中，加盖，置于35℃恒温箱中1.5h进行高温处理。 • 取出后待于室温平衡后用来测定外渗电导率。 • 剩余的15枚绿叶也分为3 组，即3 次重复，保存在铺有湿纱布的瓷盘中，置于室温下，作为对照。

27. 4．外渗电导率测定： • （1）样品浸泡：取6个20ml试管，编号。将处理和对照每个重复的5片叶叠放在一起用0.5cm直径的洗净打孔器，打取20个小圆片 (即打4下)，分别放入不同的试管中。 • 向每个试管中加15 ml蒸馏水。

28. 为测蒸馏水的本底，可先在小烧杯中加水测定电导率后再加入叶片 . • 自然浸泡1~2h。期间要不断摇动。在进行不同处理比较时，各处理浸泡时间和测定温度要一致，一般应在室温条件下进行。

29. （2）电导率测定 • 在测定前先将各个试管中的浸泡液上下搅拌或摇匀再测定电导率值。 • 测定时要将电极头部完全浸入溶液中。记录电导率。 • 电极在每次测定之后都要用蒸馏水洗净并用吸水纸吸干. • 注意:测定时不要把叶片带出来

30. 然后将各个试管(浸泡液及材料)加盖，再置于沸水中煮沸10min，冷却至室温后再一次测定浸泡液的电导率。然后将各个试管(浸泡液及材料)加盖，再置于沸水中煮沸10min，冷却至室温后再一次测定浸泡液的电导率。

31. 结果计算 • 电解质渗出率（%）=(浸泡液电导率值/煮沸后电导率值) ×100 • 电解质渗出率（%）=(浸泡液电导率值﹣本底电导率值)/( 煮沸后电导率值﹣本底电导率值) ×100 • 伤害率（%）=(处理电导率值﹣对照电导率值)/ (处理煮沸后电导率值﹣对照电导率值) ×100

32. [实验结果记录] 1．实验材料： • 植物名称： • 试验处理： • 植物的生长状况： • 取样部位及数量： 5．实验数据记录及结果记载： • 1  外渗电导率记录

33. [思考题] • 1 测定植物组织外渗电导率时，有时会发现处理电导率比对照低的现象，试解释？

34. 植物组织水势测定--小液流法

35. [原理] • 在恒温恒压下，由植物组织与外界溶液组成的体系的水势包含有植物组织的水势和溶液的渗透势。 • 如果植物组织的水势低于外液的渗透势，则植物组织吸水而使外液浓度变大；反之，植物组织失水而使外液浓度变小；若二者相等，则外液浓度不变，此时外界溶液的渗透势等于植物组织的水势。

36. 同一种溶液浓度不同，比重亦不同。 • 当两个不同浓度的溶液相遇时，稀的溶液由于比重小而上浮，浓的溶液比重大而下沉。当把浸过植物组织的溶液滴回到原浓度的溶液中时，液滴会发生下降、上升或基本不动几种情况。

37. 如果液滴下降，说明浸泡液的渗透势高于植物组织的水势；若液滴上升，说明浸泡液的渗透势低于植物组织的水势；如果液滴不动，则表示植物组织与浸泡液的水分交换处于动态干衡中，浸泡液的渗透势等于植物组织的水势。如果液滴下降，说明浸泡液的渗透势高于植物组织的水势；若液滴上升，说明浸泡液的渗透势低于植物组织的水势；如果液滴不动，则表示植物组织与浸泡液的水分交换处于动态干衡中，浸泡液的渗透势等于植物组织的水势。

38. 计算： Ψπ ＝一iCRT • 式中：Ψπ为渗透势，单位为MPa；i为范特荷夫系数或等渗系数，对于不解离的蔗糖溶液为1.0，对于NaCl溶液为2.0；C为浸泡液的摩尔浓度；R是理想气体常数，0.0082；T是绝对温度。 • 浸泡液的液滴不动时，植物组织的水势（MPa）Ψw＝Ψπ＝一iCRT

39. [材料、仪器、药品] • 1．材料：油菜叶片 • 2．仪器：(1) 5ml试管8支；(2) 10ml刻度试管8支；(3) 细滴管8~10支；（4）移液管8支；(5) 试管架1个；(6) 打孔器(0.9 cm2)1个；(7) 镊子、解剖针、滤纸。 • 3．药品：（1） 甲烯蓝粉末；(2) 蔗糖溶液，浓度为lmol·L-1。

40. [方法] • 1．准备器具 • 2．配制不同浓度的蔗糖溶液 • 3．准备浸泡液 • 4．向浸泡液中加待测样品 • 5．溶液平衡 • 6．平衡情况检测 • 7．结果计算

41. 2．配制不同浓度的蔗糖溶液 • 取洁净干燥的10ml刻度试管8支编号（甲组），将1mol的蔗糖溶液稀释成0.1、0.2、0.3、0.4、0.5、0.6、0.7、0.8mol·L-1的8种浓度。 • 按表配制不同浓度的蔗糖溶液。配制好的溶液要充分混匀。

42. 3．准备浸泡液： • 取洁净干燥的5ml试管8支编号（乙组），从甲组中依次取出0.1~0.8 mol的蔗糖溶液1ml，分别加入乙组的各个试管中，盖上盖防止蒸发，放到试管架上，做为浸泡液。

43. 4．向浸泡液中加待测样品： • 取6个待测叶片，用毛刷清洁叶表面，将基部切掉。 • 所有叶片放在一起，用打孔器(0.9 cm2)打孔（8片） ，分别放入浸泡试管（乙组）中，每个试管中的叶片数量要一致（6片），并且每个试管中来自每个叶片的叶片数量相同(1片） ，以保证各个试管中的样品水势尽可能的一致，将叶片全部浸没在溶液中，盖上盖子。

44. 5．溶液平衡 • 叶片浸泡30min，期间轻轻摇动试管数次,以加速水分平衡。

45. 6．平衡情况检测 • 叶片浸泡30min后，用解剖针分别放入少许甲烯蓝粉末在乙组每个试管中，使溶液着色，但甲烯蓝粉末不宜加过多。 • 将浸泡液充分混匀。用细滴管吸取有色溶液少许，插入相应浓度的甲组试管中，使滴管尖端位于溶液中部，然后轻轻挤出1小滴有色溶液，小心抽出滴管(注意勿搅动溶液)，放回相应的浸泡试管中。 • 观察有色小液滴的升降情况并做好记录。

46. 如果有色液滴下降，则说明叶片组织吸水，叶片组织的水势小于该浓度溶液的渗透势；如果有色液滴下降，则说明叶片组织吸水，叶片组织的水势小于该浓度溶液的渗透势； • 如果有色液滴上升，表示浸过组织的溶液浓度变小(即植物组织中有水分排出)，说明叶片组织的水势大于该浓度溶液的渗透势；

47. 如果有色液滴静止不动，说明叶片组织与外液的水分交换达到动态平衡，叶片组织的水势等于该浓度溶液的渗透势；如果有色液滴静止不动，说明叶片组织与外液的水分交换达到动态平衡，叶片组织的水势等于该浓度溶液的渗透势； • 如果在前一浓度中下降，而在后一浓度中上升，则植物组织的水势取两种浓度溶液渗透势的平均值。

48. 7．结果计算 • Ψπ ＝一iCRT • 式中：Ψπ为渗透势，单位为MPa；i为范特荷夫系数或等渗系数，对于不解离的蔗糖溶液为1.0；C为浸泡液的摩尔浓度；R是理想气体常数，0.0082；T是绝对温度。

49. [实验结果记录] 1．实验材料： • 植物名称： • 试验处理： • 取样部位及数量：

50. 5．实验数据记录 • 有色浸泡液小滴在原浓度溶液中的运动情况记载