1 / 24

Cas clinique : fièvre chez un immunodéprimé

Cas clinique : fièvre chez un immunodéprimé. Cours de DES Médecine interne du 09/11/12 Pascal Biscay. Mr C. 39 ans. Atcd : HSF mis en dialyse en 1991, greffé rénal de 91 à 92, puis de 94 à 96, puis à partir de 2004. Sous Prograf et Cellcept . HTA, hyperparathroïdie Habitus :

nola
Download Presentation

Cas clinique : fièvre chez un immunodéprimé

An Image/Link below is provided (as is) to download presentation Download Policy: Content on the Website is provided to you AS IS for your information and personal use and may not be sold / licensed / shared on other websites without getting consent from its author. Content is provided to you AS IS for your information and personal use only. Download presentation by click this link. While downloading, if for some reason you are not able to download a presentation, the publisher may have deleted the file from their server. During download, if you can't get a presentation, the file might be deleted by the publisher.

E N D

Presentation Transcript


  1. Cas clinique : fièvre chez un immunodéprimé Cours de DES Médecine interne du 09/11/12 Pascal Biscay

  2. Mr C. 39 ans • Atcd : • HSF mis en dialyse en 1991, greffé rénal de 91 à 92, puis de 94 à 96, puis à partir de 2004. Sous Prograf et Cellcept. • HTA, hyperparathroïdie • Habitus : • Electricien, marié • En contacts avec des chats • Pas de voyage récent, pas de contage, pas de piqure de tique.

  3. Tableau clinique • Fièvre d’apparition progressive depuis 10 jours, sans sueurs nocturnes, avec perte de 2 kgs, asthénie • Fièvre répondant au paracétamol, en plateau, entre 38°C et 39°C, sans frissons • Adénopathies axillaires droites centimétriques • Pas d’HSM palpable • Lésion cutanée a priori traumatique du bras droit • Reste de l’examen normal

  4. Biologie standard • Pan cytopénie modérée (Hb à 9,5g/dl, PNN à 1500/mm3, Pl à 90 000/mm3), lymphopénie • Cytolyse hépatique à 3N, prédominant sur les ALAT, cholestase à 4N, TP normal, lipase normale • CRP à 30 mg/l, PCT à 1,69 ug/l • LDH à 226 UI/l, ferritine à 336 ug/l (10 à 336), triglycérides à 2g/l • EPS : profil inflammatoire, pas d’anomalie des gammaglobulines

  5. Bilan infectieux standard en transplantation • Hémocultures 4 milieux négatives • ECBU stérile, pas de leucocyturie • Antigénurie pneumocoque et légionelle négatives, sérologies des atypiques négatives • Antigénémie aspergillaire négative • PCR CMV dans le sang négative • RP : pas de foyer infectieux • Myélogramme : moelle riche, quelques éosinophiles témoignant d’une régénération accrue, pas d’hémophagocytose.

  6. Bilan virologique • PCR CMV, EBV, BKv, VZV, HSV, HHV6, HHV8 dans le sang négatives. • PCR CMV, EBV, PVB19 dans la moelle négatives • Séro VIH, VHC, VHE, HTLV1 négatives, immunisés contre le VHA et le VHB

  7. Bilan bactériologique • Coprocultures négatives • Sérologie Salmonelle, Campylobacter et Yersinia négatives. • Sérologies des atypiques négatives. • Sérologie fièvre Q négative • PCR Whipple dans le sang négative • Sérologie Lyme, Brucellose, TPHA/VDRL, Bartonella henselae et quintana négatives • Direct et PCR leptospirose sur urines et sang négatifs. Sérologie de Martin et Petit négative. • Quantiferon/TBspot négatifs

  8. Bilan auto-immun • Hyperactivation lymphocytaire T (HLA DR 47%) CD8 (67%), expansion de LT gamma/delta exprimant le VDelta2 (32%) • AAN, ANCA, FR, Cryo, négatifs • Profil du complément normal • Pas d’anomalie monoclonale à l’IEP

  9. Bilan myco/parasitologique • Sérologie et PCR toxoplasmose dans le sang négatives • Sérologie leishmanie, recherche leishmanie au direct et par PCR dans la moelle négatives • Ag cryptocoque dans le sang négative • Sérologie histoplasmose négative • Examens parasito des selles négatifs

  10. Bilan morphologique • ETT : Valvulopathiemitro-aortique, avec calcifications, sans signe d’endocardite • Echo abdo : pas de dilatation des voies biliaires ,pas de cholécystite • TDM TAP : Hépato splénomégalie associée à des adénomégaliescentimètriques cœliaques, rétropéritonéales et axillaires gauches

  11. Donc on commence à creuser (littéralement) • Ponction pleurale : • Liquide exsudatif • Stérile, direct BK négatif, culture fongique négative • Biopsie ganglionnaire axillaire : nodules faits d’une prolifération vasculaire et d’histiocytes macrophages (angiomatose bacillaire-like). Lymphome non retenu en l’absence de clonalité lymphocytaire en biologie moléculaire. HHV8 négatif. • Biopsie hépatique : foyers inflammatoire granulomateux riches en macrophages et polynucléaires, sans cellules épithéliogigantocellulaire, ni nécrose. Pas d’anneau fibrineux.

  12. Diagnostic final • PCR toxo sur le foie et les ganglions négative • Recherche Leishmanies sur le ganglion négative • Direct BK sur les biopsies négatives, PCR BK négative sur le foie, le ganglion et l’ascite. • Cultures fongiques négatives • PCR bartonella henselae positive sur le foie, le ganglion et dans le sang. • 2è Sérologie Bartonella henselae faiblement positive. • A noter positivation de la sérologie Chlamydia pneumoniae (réaction croisée).

  13. Bartonella henselae Zoonose transmise à l’homme par griffure/morsure de chat, ubiquitaire, avec un gradient nord/sud. 55 cas authentifiés par le CNR en 2008 BGN, du genre Proteobacteria, catalase et oxydase négatifs, aérobie intra-cellulaire facultatif, tropisme pour les érythrocytes et les cellules endothéliales Réservoir constitué par les chats de moins d’un an (50% sont bactérièmiques) Transmission entre les félins par une puce (Ctenocephalides felis)

  14. Plusieurs maladies…. [Médecine et maladies infectieuses 40 (2010), S. Edouard , D. Raoult]

  15. Un peu d’histoire [Médecine et maladies infectieuses 40 (2010), S. Edouard , D. Raoult]

  16. Pathogénicité • Une infection à BGN chronique… • Existence de sanctuaire immunologique : cellules endothéliales, progéniteurserythroblastiques, matrice extracellulaire, érythrocytes • LPS mal reconnu par le TLR 4, et même capable de le down-réguler • Capable de résister à la phagocytose • Dans la maladie des griffes du chats, la bactérie n’est plus viable au niveau ganglionnaire • Très différente chez l’immuno-déprimé : prolifération vasculaire • Absence de réponse TH1 efficace • Persistance de B.henselae dans la matrice péri-endothéliale, avec expressions de protéines (BepA et BepA2) inhibant l’apoptose des cellules endothéliales • Rôle de l’IL4 et de l’Interferon alpha? • Hyper-expression de VEGF de mécanisme inconnu • Néo-vaisseaux viables qu’en l’absence d’éradication des bactéries

  17. Formes de l’immuno-compétent

  18. Formes de l’immunodéprimé

  19. Moyens diagnostiques • Sérologie : (par IFI, méthodes immuno-enzymatiques, ou micro-immunofluorescence utilisée par le CNR) • IgG < 1/100è : maladie des griffes du chat • IgG< 1/800è : endocardite (spécificité 99,5%, sensibilité 100%, VPN 98%) • Western blot pour déterminer l’espèce • Culture : à partir du sang, de biopsies ou suppurations ganglionnaires, de valves cardiaques, de biopsies cutanées, de biopsies ostéomédullaires • Sur gélose : pousse en 10 à 15 jours, jusqu’à 45j • Culture cellulaire (Vero ou cellules endothéliales) : si une croissance bactérienne est détectée, une coloration de Gimenez est réalisée, puis identification par Ac monoclonaux spécifiques • PCR : primers communs à toutes les bartonelles (gène ITS), puis à henselae (pap 31) • Anathomopathologie : coloration argentique de Warthin-Starry

  20. En cas de chirurgie valvulaire, sur une endocardite à hémocultures négatives, toujours demander une PCR bartonelle sur la valve La culture dans la maladie des griffes du chat a peu d’intérêt car bactérie très souvent non viable Faible intérêt de la sérologie chez l’immunodéprimé [Médecine et maladies infectieuses 40 (2010), S. Edouard , D. Raoult]

  21. Traitement • Généralités : • Pas d’antibiogramme réalisables • Aminosides sont les seuls bactéricides in vitro • Efficacité des macrolides, tétracyclines, béta-lactamines, fluoroquinolones, rifampicine

  22. Traitement [Médecine et maladies infectieuses 40 (2010), S. Edouard , D. Raoult]

  23. Bibliographie • D.Raoult and coll : Outcome and treatment of bartonellaendocarditis : Archintern Med 2003 • Frédérique Gouriet, Hubert Lepidi, Gilbert Habib, Frédéric Collart and Didier Raoult : From cat scratch disease to endocarditis, the possible naturalhistory of Bartonellahenselaeinfection : BMC Infectiousdiseases 2007 • MosepeleMosepele, DanaMazo, and Jennifer Cohn : Bartonella Infection in Immunocompromised Hosts: Immunology of Vascular Infection and Vasoproliferation : Clinical and DevelopmentalImmunology 2012 • V. Jacomo, P. J. Kelly, and D. Raoult : Natural History of BartonellaInfections (an Exception to Koch’sPostulate) : CLINICAL AND DIAGNOSTIC LABORATORY IMMUNOLOGY 2002 • GILBERT GREUB and DIDIER RAOULT Bartonella: new explanations for olddiseases : J. Med. Microbiol. 2002 • S. Edouard , D. Raoult : Bartonellahenselae, an ubiquitous agent of proteiformzoonoticdisease : Médecine et Maladie Infectieuses 2010 • Kempf VAJ, Volkmann B, Schaller M et al. Evidence of a leading role for VEGF in Bartonellahemselae – induced endothelialcellproliferation. CellMicrobiol 2001

  24. Merci de votre attention

More Related