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INDUCCIÓN AL DESOVE

INDUCCIÓN AL DESOVE. Docente: Blga. Acui Carmen Yzásiga Barrera Blga. Pesq. Eliana Zelada Mazmela. Ovulación: última fase del desarrollo normal del huevo Núcleo se hace excéntrico Breakdown. Culmina 1° división meiótica Folículo se rompe a nivel de granulosa y cae a cavidad

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INDUCCIÓN AL DESOVE

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Presentation Transcript

  1. INDUCCIÓN AL DESOVE Docente: Blga. Acui Carmen Yzásiga Barrera Blga. Pesq. Eliana Zelada Mazmela

  2. Ovulación: última fase del desarrollo normal del huevo • Núcleo se hace excéntrico • Breakdown. Culmina 1° división meiótica • Folículo se rompe a nivel de granulosa y cae a cavidad • Desove: salida de óvulos al exterior. Puesta • Natural: necesita de sincronización: sonidos, ferohormonas • - Proximidad - Contacto lado a lado • - Sujeción - Enroscamiento del macho • Los que cortejan:< N° eggs • b) Inducido: Intervención del hombre ovárica abdominal

  3. Clasificación: según el tiempo que dura el desove

  4. Clasificación: según la estación del año

  5. DESOVE INDUCIDO Sin tto. hormonal con tto. hormonal • Simple inducción ambiental: • tanques especiales de desove carpa, silúridos • Sustratos o redes desovadoras carpa, lucio • 2) Manipulación del fotoperíodo • Modulando la liberación de GnRH  por parte de la melatonina • Manipulación de T°  vitelogénesis y espermatogénesis • 3) Inducción hormonal con GnH • 4) Extractos hipofisiarios • 5) Gonadotropinas purificadas • 6) Factores liberadores • 7) Bloqueadores de Dopamina • 8) Esteroides sexuales

  6. Estímulos ambientales Hipotálamo Horm. Liberadoras Hipófisis Gonadotropinas 1 2 Corticoesteroides Progestinas: 1720DHP Andrógenos Estrógenos 17  estradiol Tejido ovárico esteroideo H. Tiroides? estrógenos 1720DHP vitelogénesis Precursores vitelo Higado huevo maduro huevo ovulado 4 3

  7. Variables que influyen en el éxito de la inducción: • Condición de pez, • Estadio de madurez sexual • Tamaño del pez, • Historia de desoves previos, • Temperatura del agua • Estación del año

  8. OBTENCIÓN DE OVAS CON TRATAMIENTOS HORMONALES • Extractos hipofisiarios: método más antiguo • Inyectando extractos de hipófisis se “evita” el puente entre cerebro hipófisis, actuando directamente sobre los ovarios y los testes • Se incrementa niveles de Gth en sangre que normalmente preceden al desove • Se induce • * Fase final maduración * Espermiación • * Ovulación * Desove • * Actúan en lugar de hormonas del pez

  9. Técnica propuesta x Houssay (1930 – 1931) Argentina, Prachilodus platensis Desarrollada por rusos y brasileños. Dos dosis: 1° Inducir movimiento nucleo hacia la periferia (dosis pequeña) 2° Induce ovulación y puesta En machos: una sola dosis para que ocurra la espermiación masiva

  10. Extractos frescos de hipófisis: • * Primeras experiencias • * hipófisis se extraían de organismos de la misma especie. • Desventaja: sacrificar organismos Metodología: • Se deben utilizar inmediatamente o preservar congeladas o deshidratadas con acetona. • Colocar en un frasco o una bolsa de plástico estéril y almacenar en un congelador hasta que se necesiten.

  11. Para preservar en acetona, las glándulas se colocan inmediatamente en un frasco con la acetona. • Después de recoger el número requerido, la acetona en la cual las glándulas fueron colocadas se elimina y se substituye por la acetona fresca. • La acetona se cambia otra vez a las 8 y 12 horas más adelante. • Después de 24 horas en acetona, las glándulas son secadas al aire en una toalla de papel. • Las hipófisis secadas se almacenan en un frasco limpio sellado en la temperatura ambiente o en un desecador. De este modo pueden ser almacenadas por 5 a 8 años

  12. Extractos de hipófisis comerciales En el mercado se encuentran disponibles los extractos de hipófisis de carpa común y del salmón Estas son hipófisis enteras o pulverizados y preservadas en acetona. Ojo: mientras más cercanas sean las especies donador – receptor mejor será la actuación de los extractos de hipófisis

  13. Ventajas Desventajas • Costo • Dosis difícil de estandarizar  desconoc. de potencia gonadotrópica donador • La potencia varía a lo largo del año: edad, sexo, estado sexual • Extracto fresco  transmisor de enf. • Otras hormonas  interferencia en sistema neurohormonal drástica • Gran especificidad  gonadotropinas de teleosteos  heteroplástico > dosis • Simple y requiere pocos conocimientos pa´su aplicación • No requiere de equipamiento sofisticado • Dosis calculada fácilmente y posible de  sin efecto (-) • Otras sust. en hipófisis sinergismo • Donadores  peces de mercado 1kg maduro  induce hembra 0,8 kg

  14. Esfuerzos 1970 orientados a la búsqueda de una Gh purificada  estandarizar • Gh Salmón: SGH 100  caro, comercialización difícil • B) Gonadotropinas mamíferos: • Se consideraban más seguras y están más disponibles: • * GCH y GH de orina yegua preñada: LH de humanos ; LH y FSH de yeguas

  15. Ventajas Desventajas • Purificada • Potencia estandarizada • Almacenamiento • Costo • Diferencia estructural con las Gt peces • Reacción inmune (año a año se pierde capacidad rpta.  rpta farmacológica) • Muerte de repro. si se inyecta dosis  • Como proviene de mamíferos pá peces,  trabaja mejor,PERO dosis >res causa hinchazón vientre • * Se ha sugerido uso de progesterona GCH

  16. Pez utiliza su propia gonad. Hip. • C) Factores Liberadores: • Hipófisis si producía GH pero no liberaba • Se descubrió que una sola inyección de GnRh al inicio de la maduración inducía la liberación de GH pero no la puesta • 1970 se purificó LHRH de mamíferos • 1974 Herose reprodujo peces • Sherwood et al, 1983 aisló y caracterizó GnRH gonadal salmón • Uso potencial: disponibilidad análogo del decapéptido de LHRH. Formas sintéticas con un AA reemplazado por otro.

  17. Ventajas Desventajas • Análogos son + resistentes a acción enz. • Tiempo de vida > • Más potente que RH nativa. • A dosis altas los análogos de peces y mamíferos son =, pero a dosis  la de mamíferos es + activa • Precio • Sobredosis efectos opuestos • Poca investigación • Sensación más tensa de hipofisación • Se han desarrollado sistemas que liberan RH en forma sostenida: implantes de polímeros y microesferas en musc. axial del pez sin efectos sobre fec, viabilidad y tasa de eclosión.

  18. Método LINPE: Mayoría de peces de agua dulce se observó inhibidores dopaminérgicos RHLH o GnRHs + domperidone pimozoide Se necesita (-) dosis, pero su valor es porque da > seguridad Acción debida a la tasa de factor liberador antes que al nivel absoluto de gonadotropina 3-5 mg domperidone + 10 – 20 ug LHRHa/Kg (inhibidores de la dopamina)

  19. D) Administración de Esteroides Gonadotropina 17 20 DHP maduración de óvulos Estrógenos: importantes función en etapas iniciales del desarrollo ovocitario. Khoo (1974) ovulación de Carassius  administró progesterona (estrógenos, andrógenos y pregnonelona no resultaron) Crypinus: 17 20 DHP pero previa administración de pequeñas dosis de hipófisis Inyección de esteroides es eficaz UNICAMENTE durante las últimas etapas de la maduración hay que aplicarlo en el momento adecuado

  20. Otros Trabajos: * Método menos directo: con antiestrógeno: citrato de clonifeno, tamoxifen. Fundamento: liberación de gonadotropinas están regidas por un sistema de retroalimentación negativo., en el cual los centros hipofisiarios e hipotalámicos responden al nivel d esterorides sexuales en la sangre, Se requiere de un compuesto que compita con los esteroides gonadales para fijar los sitios hipofisiarios e hipotalámicos de modo que se libere gonadotropina independientemente del nivel de esteroides sexuales en sangre.

  21. Breton (1975) : Carpa = dosis de 1 mg/kg libera gonadotropina Dosis mayores causa efecto contrario La respuesta también es dependiente del grado de maduración gonadal.

  22. METODOS PARA LA ADMINISTRACIÓN DE HORMONAS • Dosis necesaria varía de una sp a otra. • Dosis “efectiva” depende del “grado de preparación de la hembra”, talla, edad, sensibilidad, etc. • Generalmente existen dosis preparatorias y dosis finales. Activa la gónada hasta la preovulación 10% de la dosis final • Se debe evitar una dosis preparatoria excesiva. • Se recomienda un lapso de 24 horas entre dosis preparatoria y final

  23. MANEJO DEL PLANTEL DE REPRODUCTORES • Constituyen el principal componente de un hatchery. • De ellos depende la calidad de la semilla. • Considerar los siguientes factores: • T° : • No debe existir grandes fluctuaciones de T°. • El desarrollo normal de las gónadas necesita una determinada suma de T° expresadas en días – grado. Luz: Necesidad de luz varía según las sps. Bagre: afectados negativamente con ambientes iluminados

  24. O2: Fluctuaciones y concentraciones bajas inhiben desarrollo gonadal. Se recomienda 6 – 8 mg/l. • Densidad: Densidades diferentes a los de engorde, apiñamiento es catastrófico. • Carpa: 1 pez / 5 m2 • Gamitana 1 pez /15 m2 • Trucha: 4 peces /m2 • Alimento: cantidad y calidad adecuados

  25. Evaluación del estado gonadal: • El éxito de la reproducción artificial y sobre todo de la inducción depende de la correcta evaluación del estado de madurez gonadal de la hembra. • Método más usado: • Abdomen hinchado y blando. • Coloración rojiza u oscura • Orificio genital hinchado y prolapsado • Biopsia ovárica: método más confiable. Pero no se puede aplicar a todos

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